微波超声联用处理对青稞β-葡聚糖理化性质及结构特性的影响

于丽雅，石梦梦，王月琴，周 明，曹洪伟,3, ，张春红，宋洪东,3，管 骁,3

（1.上海理工大学健康科学与工程学院，上海 200093；2.西藏喜马拉雅生态科技股份有限公司，西藏 日喀则 857000；3.国家粮食产业（城市粮油保障）技术创新中心，上海 200093；4.中国人民解放军海军特色医学中心，上海 200052）

青稞是一种营养价值较高的谷物，具有三高两低，即高蛋白、高纤维、高维生素、低脂肪、低糖的成分结构特性[1]。β-葡聚糖是一种重要的谷物膳食纤维组分，它是以D-葡萄糖为基本单位，由β-(1→4)、β-(1→3)糖苷键连接而成的混合键型多糖。青稞中的β-葡聚糖主要存在于麸皮中，根据谷物品种、产地和环境的不同，其含量会有一定差距[2]。有研究表明，青稞中的β-葡聚糖在谷类作物中含量最高，质量分数约为3.66%～8.62%，其含量远远高于大麦、小麦和燕麦[3]。而青稞麸皮是青稞加工过程中最主要的副产物，常作为农作物残渣、加工废料或饲料，未经综合利用就被丢弃，只有少部分被加工成烘焙食品等高纤维食品。因此，若采用青稞麸皮制取β-葡聚糖，不仅可以避免资源浪费，还能将增加农牧民收入。

超声空化产生的能量可以破坏细胞壁，提高溶剂分子扩散进入多孔介质的速率，致使β-葡聚糖提取率增加[4]。如Chen Chao等[5]对超声辅助法和常规法提取燕麦β-葡聚糖进行了比较，研究表明，超声处理提取的β-葡聚糖产量比常规法高37%。谷物β-葡聚糖的提取多以酶解的方式进行，酶法提取是通过酶反应，将原料中的大分子物质降解从而破坏细胞壁，促进多糖的释放，提高其得率[6]。Karimi等[7]使用酶法提取大麦麸皮中的β-葡聚糖，研究结果表明用α-淀粉酶可有效地提高β-葡聚糖的纯度，并能在4 h内从大麦麸中去除淀粉、蛋白质和戊聚糖。微波可以通过偶极子旋转对分子产生直接的内部加热作用，利用微波可以快速均匀地加热材料，实现更高的产率，有研究表明适度微波处理可以提高酶的活性。超声和微波作为绿色、安全、无污染的技术，受到了社会的广泛关注。梁茜茜等[8]对微波-超声协同提取法与传统水提法提取燕麦麸多糖进行比较，研究结果显示，燕麦麸多糖得率提高了将近2 倍。β-葡聚糖具有独特的理化性质和生理功能，与其结构、相对分子质量和构象密切相关。值得注意的是，不同提取方法会影响β-葡聚糖的流变性、黏度、相对分子质量等理化性质并造成其结构发生改变[9]，从而影响食品的质地和口感。

目前，关于青稞β-葡聚糖的研究多集中在提高提取率上，而忽略了青稞β-葡聚糖的理化性质及结构特性。因此，本研究以青稞麸皮为原料，采用微波超声联用提取青稞β-葡聚糖。研究了微波时间对α-淀粉酶活性及超声功率对青稞β-葡聚糖提取效果的影响，并对不同超声处理时间下提取的青稞β-葡聚糖溶解特性、乳化性、起泡性和流变学特性进行研究，通过动态光散射仪测定其粒径大小及分布情况，采用傅里叶变换红外光谱和扫描电子显微镜对其结构进行表征，以期对青稞资源开发和利用提供理论和应用基础。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

青稞原料 西藏奇正集团；高温α-淀粉酶（20 000 U/mL）、胰蛋白酶（250 U/mg）上海源叶生物科技有限公司；其他试剂均为分析纯。

1.2 仪器与设备

UV2300II型紫外-可见分光光度计 上海天美科学仪器有限公司；DV-I+数字式黏度计 美国Brookfield公司；HR20旋转流变仪 美国TA仪器公司；SCIENTZ-IID超声波细胞粉碎机 宁波新芝生物科技股份有限公司；N a n o S t a r I I 动态光散射仪 美国Wy a t t 公司；Nicolet iS5傅里叶变换红外光谱仪 赛默飞世尔科技（中国）有限公司。

1.3 方法

1.3.1 微波超声联用条件确定

将α-淀粉酶溶液置于60 ℃水浴加热并记录加热温度，用微波合成仪模拟水浴升温曲线。通过测定水浴和微波处理时间（0、10、20、30、40、50、60 min）下α-淀粉酶相对活力确定微波处理时间。然后按青稞β-葡聚糖的提取方法确定最佳超声处理功率（0、200、400、600、800 W），以提高青稞葡聚糖的提取效果。

1.3.2 青稞β-葡聚糖的提取

微波超声联用提取青稞β-葡聚糖的提取工艺参考Maheshwari[10]和Yuan Qin[11]等的基础上稍有改动。将青稞麸皮粉末按水料比20∶1（mL/g）称取，添加蒸馏水至500 mL并混匀。调节pH值到8.0，混合液进行超声处理，超声参数为功率600 W，频率20 kHz，超声不同时间（0、10、20、30、40 min）后离心（6 000 r/min、20 min）取上清液。调节pH值到6.0，加入α-淀粉酶（添加量为40 U/mL），对5 组溶液分别进行微波处理，微波参数为温度60 ℃、时间30 min、功率300 W[12]。溶液冷却后调节pH值到8.0，加入胰蛋白酶（添加量为2.5 U/mL）以去除溶液中剩余的淀粉和蛋白质，置于37 ℃酶解2.5 h，灭酶。冷却后调节pH值到4.5，于4 ℃静置12 h，离心（6 000 r/min、20 min）取上清液。调节上清液pH值到7.0，加入乙醇至醇体积分数为70%，冷藏沉淀12 h，离心（6 000 r/min、20 min）取沉淀，沉淀冷冻干燥后得到β-葡聚糖粗提物。

1.3.3 青稞β-葡聚糖提取效果评价

根据刚果红法[13]测定β-葡聚糖的含量，采用苯酚-硫酸法测定总糖的含量。取0.02 g不同处理条件下冷冻干燥后的β-葡聚糖溶于蒸馏水中，定容至250 mL，稀释100 倍后取0.5 mLβ-葡聚糖溶液，加5.5 mL蒸馏水补足至6 mL，再分别加入4 mL刚果红溶液后摇匀，在波长545 nm下测定其吸光度。根据实验结果由标准曲线计算出β-葡聚糖的含量。β-葡聚糖得率、纯度计算公式如下：

式中：m表示提取所得样品中β-葡聚糖的质量/g；M表示青稞麸皮粉质量/g；M1表示提取所得样品中总糖质量/g。

1.3.4 青稞β-葡聚糖溶解特性的测定

青稞β-葡聚糖浊度测定：参考GB/T 13200—1991《水质 浊度的测定》，配制福尔马肼浊度标准溶液并绘制标准曲线，得到标准曲线方程为y＝0.003 5x+0.008 7，R2＝0.987。称取0.5 g不同处理条件下冷冻干燥后的β-葡聚糖于蒸馏水中，在60 ℃条件下水浴搅拌使其充分溶解，待溶液冷却至室温后定容至100 mL，得到β-葡聚糖溶液（下同）。分别吸取不同处理条件下的β-葡聚糖溶液50 mL于100 mL容量瓶中，加蒸馏水定容。于680 nm波长下测定吸光度。根据测量结果由浊度标准曲线计算样品溶液浊度。浊度计算公式如下：

式中：A表示稀释后样品溶液浊度/NTU；B表示稀释后样品溶液体积（100 mL）；C表示原样品溶液体积（50 mL）。

青稞β-葡聚糖溶解度测定：取冻干后不同处理条件下的β-葡聚糖0.5 g加入100 mL蒸馏水中，使用磁力搅拌器搅拌40 min使其充分溶解，离心（3 000 r/min、20 min）去除沉淀。取上清液至恒质铝盒内，于105 ℃烘干至恒质量。溶解度计算公式如下：

式中：m1表示β-葡聚糖烘干后的质量/g；m2表示β-葡聚糖初始质量/g。

1.3.5 青稞β-葡聚糖乳化性质和起泡性质的测定

青稞β-葡聚糖乳化性测定：取不同处理条件下β-葡聚糖溶液各50 mL，调节pH值为7.0，于室温下加入50 mL色拉油，再加入0.1%的吐温80混合，混合液用高速分散器以2 000 r/min下乳化2 min，离心（1 300 r/min、5 min），记录乳化层体积。将乳化后样品置于80 ℃水浴30 min，再以蒸馏水冷却15 min后离心（1 300 r/min、5 min）并记录此时乳化层体积。乳化能力和乳化稳定性计算公式如下：

式中：V0表示液体总体积/mL；V1表示乳化层初始体积/mL；V2表示静置15 min后乳化层体积/mL。

青稞β-葡聚糖起泡性测定：取不同处理条件下β-葡聚糖溶液各50 mL，调节pH值为7.0，加入质量分数1%的卵清蛋白10 mL混合，混合液用高速分散器以10 000 r/min转速下搅打2 min，计算泡沫体积。停止搅打后静置30 min后再次记录泡沫体积。起泡能力和泡沫稳定性计算公式如下：

式中：V0表示最初溶液总体积/mL；V1表示搅打后泡沫体积/mL；V2表示静置30 min后泡沫体积/mL。

1.3.6 青稞β-葡聚糖流变学特性测定

称取适量冷冻干燥的样品均匀配制质量浓度为1 mg/mL的β-葡聚糖溶液，用流变仪分别测定其动态黏弹性特征和静态黏弹性特征。静态黏弹性测定条件为：剪切速率0.1～100 s-1，温度25 ℃；动态黏弹性测定条件为：角频率范围0.1～100 rad/s，剪切应变力0.1%。处理静态流变数据时，以剪切速率为自变量，表观黏度为因变量；处理动态流变数据时，以频率为自变量，储能模量（G’）、损耗模量（G”）和损耗因子（tanδ）为因变量。

1.3.7 青稞β-葡聚糖粒径测定

取5 mL不同处理条件下的β-葡聚糖溶液于100 mL容量瓶中，加蒸馏水定容，确保稀释后溶液中无肉眼可见杂质。离心（3 000 r/ min、2 min），加入至四面透光比色皿，在25 ℃平衡2 min，采用动态光散射仪进行测定，以粒径为横坐标，强度为纵坐标，得到粒径大小及分布情况。

1.3.8 青稞β-葡聚糖红外光谱测定

将不同处理条件下提取的青稞β-葡聚糖样品取少量粉末与溴化钾粉末以1∶100的比例混合，于玛瑙研钵中研磨，用压片机压片并抽真空，获得样品薄片。将样品薄片放入样品架，用红外光谱仪进行扫描，分辨率为4 cm-1，扫描波数为400～4 000 cm-1，共扫描32 次。

1.3.9 青稞β-葡聚糖微观结构观察

使用扫描电子显微镜在3.0 kV的电压下获得样品的颗粒显微照片。在观察之前，将样品用导电胶带安装在金属载物台上。所有样品涂上金，并在×1 000的放大倍数下观察。

1.4 数据处理与分析

本研究中每个实验均重复3 次，并用IBM SPSS Statistics 25和Origin 9.1软件对实验数据进行整理和图表绘制。实验结果采用表示。

2 结果与分析

2.1 微波超声联用条件的确定

谷物β-葡聚糖的提取多以酶解方式进行处理，α-淀粉酶作为提取β-葡聚糖时常用的酶，其相对活力至关重要。如图1A所示，在温度为60 ℃附近时，α-淀粉酶的温度趋于稳定；随着加热时间的延长，α-淀粉酶相对活力呈现先升高后降低的趋势，并且在30 min时达到最高值，与传统的水浴加热相比，微波处理α-淀粉酶的相对活力高于水浴加热。这可能与微波处理更能引起酶蛋白质分子空间结构发生改变有关[14]。然而，当微波处理时间继续延长时，α-淀粉酶的相对活力逐渐降低，可能是因为α-淀粉酶达到临界点，导致酶活性下降。因此，选择微波参数为60 ℃处理30 min作为提取青稞β-葡聚糖的条件。

图1 微波超声提取条件的确定Fig.1 Determination of extraction conditions by microwaveultrasonict reatment

超声功率控制空化强度，有助于从基质中释放被包埋的β-葡聚糖。因此，超声功率是影响提取效率的重要因素。图1B显示了超声功率对β-葡聚糖得率的影响。随着超声功率的增加，β-葡聚糖得率增加，当超声功率达到600 W时得率最高。在高于600 W的超声功率下，β-葡聚糖得率缓慢下降。因此，选择超声功率600 W作为后续实验的超声功率。

2.2 超声处理时间对β-葡聚糖提取效果和溶解特性的影响

如图2A所示，不同超声处理时间对青稞β-葡聚糖的得率和纯度均有影响。经过微波处理提取的青稞β-葡聚糖得率和纯度分别为（4.10±0.13）%和（70.42±0.63）%。但随着超声处理时间的延长以及微波热效应的影响下，青稞β-葡聚糖的得率和纯度显著增加（P＜0.05）；超声处理时间为30 min时，β-葡聚糖的得率和纯度最高，分别为（6.30±0.38）%和（83.53±0.13）%。这是因为超声和微波处理破坏了青稞麸皮细胞壁，细胞溶胀后β-葡聚糖扩散溢出需要时间。在一定时间内，超声处理时间越长，溶液机械振动时间越长，超声设备的机械搅拌越充分，更有利于β-葡聚糖溶出[15]；当超声处理时间为40 min时，β-葡聚糖得率降低。这是因为超声处理时间过长会使提取液局部温度过高，导致β-葡聚糖发生降解[16]，从而导致β-葡聚糖得率下降。与此同时，在超声处理过程中，杂质也不断被提取出来，杂质的增加也会在一定程度上影响β-葡聚糖的溶出。

图2 超声处理青稞β-葡聚糖提取效果（A）和溶解特性（B）的变化Fig.2 Effect of sonication time on the extraction efficiency (A) and solubility (B) of highland barley β-glucan

如图2B所示，随着超声处理时间的延长以及在微波热效应的影响下，β-葡聚糖溶液浊度显著降低，溶解度显著升高（P＜0.05）。有研究发现，β-葡聚糖相对分子质量越大，溶液浊度越大[17]。未经超声处理时，多聚物处于聚集状态，β-葡聚糖分子链之间相互交联、缠绕在一起，因此浊度较高。并且β-葡聚糖分子中存在较多羟基，亲水基团的存在使得β-葡聚糖本身就对水分子有较强的亲和力。由于超声波产生的空化作用和微波的热效应，使β-葡聚糖分子内积蓄热量，导致β-葡聚糖的空间结构变得更加疏松，从而增强了β-葡聚糖的溶解特性。

2.3 超声时间对β-葡聚糖乳化性和起泡性的影响

乳化性和起泡性作为食品体系中两个重要的基本功能特性，在食品加工中也是必不可少的一部分。当β-葡聚糖作为稳定剂、新型食品开发以及食品品质调控等使用时，其乳化性和起泡性是非常重要的因素。因此，本实验研究了不同超声处理时间对青稞β-葡聚糖溶解性和起泡性的影响。

如图3A所示，随着超声处理时间的延长以及微波热效应的影响下，β-葡聚糖溶液的乳化能力和乳化稳定性逐渐降低（P＜0.05）。有研究表明，β-葡聚糖的乳化性随着相对分子质量的变化而变化。β-葡聚糖相对分子质量越大，乳化稳定性越高。同时，β-葡聚糖溶液的黏度也与乳化稳定性有着密切关系。溶液黏度越大，乳化液中液滴的运动速度越慢。黏度大的β-葡聚糖溶液可以形成黏弹性较高的界面膜，这也是提高乳化稳定性的重要因素[18]。因此，超声处理时间越长，β-葡聚糖相对分子质量越低，溶液黏度越小，乳化性和乳化稳定性越差。

图3 超声处理青稞β-葡聚糖乳化性（A）和起泡性（B）的变化Fig.3 Effect of sonication time on the emulsifying capacity (A) and foaming capacity (B) of highland barley β-glucan

如图3B所示，随着超声处理时间的延长以及微波热效应的影响下，β-葡聚糖溶液的起泡能力显著增加，而泡沫稳定性显著降低（P＜0.05）。β-葡聚糖的起泡能力与其凝胶特性有关，而泡沫稳定性与其表观黏度有关。Ren Yao等[19]对β-葡聚糖相对分子质量与凝胶形成速率的关系进行了研究，结果表明β-葡聚糖相对分子质量越小，形成凝胶速率越快；Lazaridou等[20]对β-葡聚糖相对分子质量与凝胶稳定性的关系进行了研究，结果表明，相对分子质量大的β-葡聚糖能形成组织结构更为紧密的凝胶网络，即凝胶强度较大的硬质凝胶；而相对分子质量小的β-葡聚糖其空间构型小，形成凝胶强度较小的软质凝胶，不利于泡沫稳定。这可能是由于相对分子质量越小，β-葡聚糖运动能力越强、扩散速率越快，更易于由不规则排序转向有序排列，形成三维凝胶网络结构；另一种可能是相对分子质量越小的β-葡聚糖分子间相互作用程度越低，分子链之间有效碰撞的几率越大，因此形成凝胶速率越快。与此同时，随着超声处理时间的延长，β-葡聚糖的表观黏度、储能模量和损耗模量均呈现下降趋势，导致β-葡聚糖溶液黏弹性降低，有利于泡沫的形成，但不利于泡沫的稳定。

2.4 超声时间对β-葡聚糖流变学特性的影响

如图4A所示，在0.1～100 s-1剪切速率范围内，不同超声处理时间下β-葡聚糖溶液的表观黏度（tanδ）均随剪切速率的增大而减小，β-葡聚糖溶液呈现典型的非牛顿流体性质和假塑性流体特性，出现剪切稀化行为。这可能是因为随着剪切速率的增大，β-葡聚糖大分子链解缠结，排列逐渐趋于规则，因此黏度下降[21]；另一方面可能是因为β-葡聚糖分子中存在大量的亲水基团，在静止或剪切速率较小的情况下，β-葡聚糖分子中的亲水基团能束缚大量自由水，流动阻力较强，黏度较大。但随着剪切速率的增大，β-葡聚糖分子形成外膜，流动阻力减弱，导致黏度降低[22]。同时，随着超声处理时间的延长，β-葡聚糖分子间的糖苷键和分子内糖苷键断裂，导致其相对分子质量减少，表观黏度降低。

图4 超声处理青稞β-葡聚糖黏弹性的变化Fig.4 Effect of sonication time on the viscoelasticity of highland barley β-glucan

图4B～D表示超声处理时间对青稞β-葡聚糖黏弹性的影响。不同超声处理时间提取的β-葡聚糖溶液储能模量（G’）和损耗模量（G”）均随着振荡频率的增加而增加；损耗因子（tanδ）随着振荡频率的增加而降低，在1.2 Hz附近出现波动。随着超声处理时间的延长，G’、G”和tanδ大体均呈下降趋势。当超声处理时间为40 min时，振荡频率约在0.11～0.12 Hz区域时，G”与G’出现交叉点，即tanδ＝1，β-葡聚糖溶液黏性行为与弹性行为相当；当振荡频率在0.01～0.11 Hz区域（tanδ＞1）时，β-葡聚糖溶液G’＜G”，β-葡聚糖分子链间解缠结，排列逐渐趋于规则，表现出稀溶液的性质；当振荡频率大于0.12 Hz（tanδ＜1）时，β-葡聚糖溶液G’＞G”，此时β-葡聚糖溶液弹性行为大于其黏性行为，并呈现出类似固体的特征。这可能是因为随着振荡频率的增大，由振动引起β-葡聚糖分子链之间缠绕交联的速率大于其解缠结排序速率，此时β-葡聚糖大分子之间互相缠绕，形成交联的凝胶网络，因此β-葡聚糖溶液弹性特征优于其黏性特征[23]。此外，超声时间为40 min的β-葡聚糖溶液在剪切速率大于1 Hz附近时tanδ＝0.1，具有弱凝胶特性[24]。

2.5 超声处理时间对β-葡聚糖粒径的影响

如图5所示，所有处理条件下提取的β-葡聚糖都在100～10 000 nm间出现峰值，经过微波处理而未经超声处理的β-葡聚糖在7 654 nm左右出现一个峰，表明β-葡聚糖中存在大颗粒或聚集体，出现的第2个峰可能是微波的热效应导致的。与未经超声处理的β-葡聚糖相比，超声处理10、20、30 min和40 min的β-葡聚糖出现两个峰，并且峰值逐渐左移，粒径变小。这可能是由于微波超声联用处理使大分子β-葡聚糖裂解成一部分小分子β-葡聚糖[25]。微波处理会引起β-葡聚糖构象转变，破坏分子内和分子间的氢键，从而使β-葡聚糖粒径减小。超声空化是微米级气泡快速成核、生长和破裂的过程[26]。大颗粒的出现表明小颗粒的再团聚，在持续超声处理以及微波加热的作用下，热效应和空化效应导致小颗粒在超声作用下重新团聚。

图5 超声处理青稞β-葡聚糖粒径分布变化Fig.5 Effect of sonication time on the particle size distribution of highland barley β-glucan

2.6 超声时间对β-葡聚糖红外光谱的影响

如图6所示，在不同超声处理时间以及微波热效应的影响下，提取的青稞β-葡聚糖红外光谱图峰型基本吻合，基本官能团没有发生变化，并未出现新的吸收峰。其中，3 405 cm-1处的吸收峰可能是由多糖链中糖苷键间/内的相互作用导致的O—H收缩振动引起的[27]；2 931 cm-1处的吸收峰是糖类的特征峰，可能是由于饱和碳上的C—H的收缩振动引起的[28]；1 630 cm-1处的吸收峰为糖的水化物的吸收峰，即与水结合的O-H键弯曲形成的，或是β-葡聚糖中残留的少量蛋白质中的N-H基团吸收峰[29]；1 390 cm-1处的吸收峰则是C—H面内弯曲振动和变角振动产生的；1 074 cm-1处的吸收峰可能是由β-(1→4)和β-(1→3)连接的C—O—C振动产生[30]；而897 cm-1处微小的吸收峰为β-D-葡萄吡喃糖的特征吸收峰。表明不同超声处理时间提取的青稞β-葡聚糖的基本结构是β-D-吡喃型葡萄糖[31]，且超声提取β-葡聚糖不会造成基本官能团发生改变。与此同时，随着超声处理时间的延长，红外光谱峰面积逐渐减小，这表示各个官能团的含量减少，所提取的β-葡聚糖相对分子质量逐渐减小，该结果与粒径分布结果一致。

图6 超声处理青稞β-葡聚糖的红外光谱图Fig.6 Effect of sonication time on the FTIR spectrum of highland barley β-glucan

2.7 超声时间对β-葡聚糖扫描电子显微镜结果的影响

在不同超声处理时间以及微波热效应的影响下提取的青稞β-葡聚糖微观结构如图7所示，超声处理时间对青稞β-葡聚糖的形态和结构存在显著差异。未经超声处理的青稞β-葡聚糖表面结构主要以致密聚集片段的形式存在（图7A）；随着超声处理时间的延长，青稞β-葡聚糖表面出现细小空洞，呈现出多孔、疏松的聚集体状态（图7B～E）。这是由于超声处理产生的空化效应和机械振动以及微波的热效应导致青稞β-葡聚糖的分子间氢键被破坏，使得大分子质量的β-葡聚糖分子链之间解离，从而形成多孔海绵状或蓬松的外观[32]。因此，青稞β-葡聚糖结构松散，片段变小。

图7 超声处理青稞β-葡聚糖的微观结构Fig.7 Effect of sonication time on the scanning electron microscopic image of highland barley β-glucan

3 结论

超声的空化效应可以产生的极高压力并且提高局部温度，从而破坏细胞壁，使得细胞中的有效成分能够快速的释放到溶剂中。微波处理可以破坏植物细胞壁及外膜，使胞内成分流出，同时，微波还可以通过偶极子旋转对分子产生直接的内部加热作用。和传统的水浴相比，微波增强了α-淀粉酶活性，有助于增强青稞麸皮粉的酶解效果，为酶解奠定基础；在微波超声联用处理的最佳提取条件下，料液比1∶20（g/mL）、超声功率600 W提取30 min、微波加热60 ℃提取30 min，青稞β-葡聚糖的得率最高，可达（6.30±0.38）%。同时，微波超声联用不仅增强了青稞β-葡聚糖的提取效果，并且改变了其功能特性。随着超声处理时间的延长，在超声空化以及微波热效应的影响下，青稞β-葡聚糖浊度、乳化性和泡沫稳定性降低，溶解度和起泡能力增加；这是由于超声空化效应和机械振动使β-葡聚糖由较大的聚集体解聚成较小的聚集体，导致其表观黏度降低，交联现象变弱，而微波的热效应破坏了β-葡聚糖分子间（内）的糖苷键，从而使β-葡聚糖相对分子质量和粒径减小。同时，微波超声联用也使青稞β-葡聚糖微观结构发生改变。扫描电子显微镜结果显示，随着超声处理时间的延长，青稞β-葡聚糖结构逐渐松散，片段变小。本研究为青稞资源开发利用以及青稞β-葡聚糖新食品类型开发提供一定的理论依据。