黑果腺肋花楸花色苷与果胶的结合作用对其 稳定性的影响

魏婧琦，李冬男，孟宪军

（沈阳农业大学食品学院，辽宁 沈阳 110866）

黑果腺肋花楸（Aronia melanocarpca Elliot），蔷薇属，又叫不老梅[1]、野樱莓，其含有极高含量花色苷、酚酸、类黄酮等物质，具有较高的抗氧化能力，对人体健康十分有益，在欧洲也被称作“超级梅”，其果实形状浑圆，呈黑紫色，味道酸甜并带有涩味，原产于北美，我国现已广泛种植。黑果腺肋花楸中多酚类物质十分丰富，其中的山柰酚、咖啡酸、阿魏酸、槲皮素等物质已被证实有抗流感、抗细胞毒性的作用[2-3]。黑果腺肋花楸多酚中花色苷占比为25%，仅次于接骨木[4]和越橘[5]。近年来，国内外研究者致力于黑果腺肋花楸花色苷的提取纯化[6-8]，提取量可达361 mg/100 g。众所周知，花色苷是植物中最常见的色素之一，具有很多生理功能，比如抑制DNA的氧化损伤，降低胆固醇[9]和心血管疾病的发病率[10]，对胰岛素分泌有促进作用[11]。果胶作为天然可溶性膳食纤维[12]，除了在食品加工中作为增稠剂与稳定剂外，还具有降低血胆固醇水平、影响葡萄糖代谢[13]、降低结肠癌[14]风险等作用。

花色苷主要位于植物细胞的液泡中，在加工过程中植物组织遭到破坏，细胞壁和液泡成分相互接触，会发生分子间相互作用[15]。进而影响花色苷的提取率，生物利用度，颜色特性和化学稳定性[16]。研究发现，果胶与花色苷结合可防止水溶性环境中花色苷的色素沉淀，增强花色苷的稳定性[17-18]，延长其半衰期[19-21]，降低花色苷在小肠中的损耗[22]。结合亲和力越大，对花色苷在胃释放或外部降解条件下的保护作用越大[23]。因此，果胶与花色苷的相互作用可能会减缓花色苷在人体内的降解，提高其在结肠环境的代谢能力。

现阶段关于果胶和花色苷结合物的研究主要集中在探讨结合物的稳定性及结构变化[24]，但还缺少各类因素对结合效果及其结合状况的研究。

为了探索花色苷与果胶相互结合作用及其作用特点，本实验采用超滤离心法测定花色苷与果胶的结合率，超滤离心法是现阶段浓缩、分离样品溶液的常用手段，通过离心作用力使超滤离心管中待分离样品快速通过管壁的中空纤维膜，从而使不同分子质量的物质得到分离。本实验中果胶属于大分子物质，通过对结合物的超滤离心，即可得出花色苷与果胶的结合率。

高效液相色谱（high performance liquid chromatography，HPLC）法分析黑果腺肋花楸中不同花色苷与果胶的结合情况，并对结合后产物的稳定性和抗氧化活性进行测定分析，为进一步探究花色苷与果胶相互作用提供理论依据，为保护相关产品中的花色苷成分提供技术支持。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

黑果腺肋花楸（“富康源1号”）于2017年8月采自辽宁省海城市，采收当天运至沈阳农业大学食品学院实验室，置于－80 ℃冰箱中贮藏。

蓝莓果胶（食品级） 广州西楚生物科技有限公司；无水乙醇、盐酸、氯化钾、无水乙酸钠、水杨酸（均为分析纯），VC 国药集团化学试剂有限公司；甲醇（色谱纯） 西陇科学股份有限公司；矢车菊-3-葡萄糖苷标准品 南京源植生物有限公司；胃蛋白酶（800～1 000 U/mg）、胰蛋白酶（1∶250）、脱氧胆酸盐 北京鼎国昌盛生物技术有限责任公司；2,2’-联氨-双-(3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸)（2,2’-azinobis-(3-ethylbenzthiazoline-6-sulfonic acid)，ABTS）阳离子自由基试剂盒 碧云天生物技术有限公司；Fe3＋还原能力（ferric ion reducing antioxidant power，FRAP） 试剂盒 南京建成生物工程研究所。

1.2 仪器与设备

RE-52A型旋转蒸发仪 上海亚荣生化仪器厂； BT-100B型数显恒流泵 上海沪西分析仪器厂有限公司； IT09A12型磁力搅拌器 上海一恒仪器有限公司；FA2004型电子万分之一天平 上海舜宇恒平科学仪器有限公司；MIX-28型迷你涡旋振荡器 群安实验仪器有限公司；5804R型高速冷冻离心机 艾本德生命科学公司；30kDa超滤离心管 美国默克密理博公司；PB-10型pH计 北京赛多利斯科学仪器有限公司；SHZ-D（III）型循环水真空泵 巩义市予华仪器有限责任公司；CM-10FL型真空冷冻浓缩系统 美国Labconco公司；1290 Infinity II HPLC仪 美国安捷伦公司；130701A型酶标仪 美国博腾仪器有限公司

1.3 方法

1.3.1 花色苷与果胶结合物的制备

花色苷的提取纯化参照文献[6-8]的方法进行，并稍作改动。

将黑果腺肋花揪在常温解冻后，破碎匀浆，置于烧杯中，按照料液比为1∶30（g/mL）加入60%的酸化乙醇（pH 2.0）溶液，搅拌后用保鲜膜封口，放置于55 ℃水浴锅中浸提120 min。将提取液抽滤、减压蒸馏后得到花色苷浓缩液。

花色苷浓缩液经NKA-9树脂纯化后，进行冷冻干燥，得到黑果腺肋花楸花色苷粉末。

用缓冲溶液将花色苷粉末溶解（4 mg/mL）后加入到相同体积不同质量浓度的果胶溶液中，用磁力搅拌器将两者混合均匀，置于4 ℃避光孵育10 h。

1.3.2 花色苷含量测定

采用酶标仪法，参照王月华等[25]的方法，并稍作 改动。

准确量取2 份0.1 mL样品分别与0.9 mL氯化钾缓冲液（pH 1.0）和0.9 mL乙酸钠缓冲液（pH 4.5）混合后，置于室温平衡10 min。分别在520 nm和700 nm波长处测定反应混合物的吸光度，蒸馏水为空白。花色苷含量以每升样品中矢车菊-3-葡萄糖苷当量表示。实验重复3 次，取平均值。花色苷含量按式（1）、（2）计算：

式中：mw为矢车菊-3-葡萄糖苷的相对分子质量（449.2）；DF为样品的稀释倍数；ε为矢车菊-3-葡萄糖苷的消光系数（269 00 L/（molg cm））；L为光程（1 cm）。

1.3.3 结合率测定

参照Lin Zhuangsheng等[26]的方法，并稍作改动。量取2 mL的结合物样品于超滤离心管（30 kDa）中，4 ℃、14 000h g离心20 min，取管下部溶液测定花色苷含量。结合率按式（3）计算：

式中：Ci为花色苷与果胶结合物的花色苷初始质量浓度/（mg/mL）；Cj为离心后管下部溶液的花色苷质量浓度/（mg/mL）。

1.3.4 单因素试验

选取pH值、花色苷与果胶添加比例、金属离子浓度、糖类添加量4 个因素，改变单一因素观察黑果腺肋花楸花色苷与果胶结合率的变化，单因素试验设计如表1所示，每个单因素试验重复3 次，结果取平均值。

表 1 单因素试验设计Table 1 Levels of independent variables used for one-factor-at-a-time design

1.3.5 正交试验设计

综合单因素试验，选定pH值与花色苷与果胶添加比例为影响结合率的主要因素，每个因素选择3 个水平，进行L9（34）正交试验（表2）。

表 2 正交试验因素与水平Table 2 Codes and levels of independent variables used for orthogonal array design

1.3.6 HPLC分析黑果腺肋花楸花色苷与果胶的相互作用

准确抽取1 mL结合样品，与2 mL甲醇充分混合，经0.45 μm膜过滤，除去沉淀（果胶及与果胶结合的花色苷）后，置于－80 ℃环境中备用分析。

根据Bohkyung等[6]的方法，采用HPLC法测定花色苷的种类组成的方法。HPLC测定条件：Diamonsil C18色谱柱（250 mmh 4.6 mm，5 μm）；柱温20 ℃；进样量20 μL；检测波长520 nm；流动相A为0.1%甲酸溶液；流动相B为乙腈；流速0.7 mL/min；梯度洗脱程序：0～40 min，0%～40% B；40～45 min，40%～45% B；45～52 min，0% B。

1.3.7 花色苷稳定性测定

1.3.7.1 热处理对黑果腺肋花楸花色苷与果胶结合产物中花色苷稳定性的影响

将结合样品溶液分别置于70 ℃和90 ℃（恒温水浴）条件下，避光处理5 h，同一温度下每隔1 h取样，于室温下测定花色苷含量，以相同质量浓度的花色苷溶液作为对照，计算花色苷保留率。

1.3.7.2 体外模拟消化对黑果腺肋花楸花色苷与果胶结合产物中花色苷稳定性的影响

模拟体外消化过程参照王月华[25]和刘翼翔[27]等的方法，并稍作改动。

胃消化：量取2 mL结合样品，用10 mL生理盐水（0.9% NaCl）稀释后，用1 mol/L HCl溶液调节混合溶液pH值至2，随后加入4.5 mg胃蛋白酶，混合后在37 ℃避光振荡培养2 h。

肠消化：向胃消化后的样品中加入NaCO3溶液调节pH值至7.5，再加入胰蛋白酶（2 mg/mL）和脱氧胆酸盐（3.4 mg/mL），充分混合后37 ℃避光振荡培养2 h。

2 组消化过程分别在消化30、60、90、120 min时取样，并将样品迅速降温及酸化至pH 2，测定每个时间点花色苷含量，计算其保留率。

1.3.8 抗氧化活性测定

1.3.8.1 FRAP测定

参照相关文献[6,28]方法。配制反应液：1）空白对照组：180 μL FRAP工作液＋5 μL蒸馏水；2）标准曲线组：180 μL FRAP工作液＋5 μL各浓度FeSO4标准溶液；3）测定组：180 μL FRAP工作液＋5 μL样品。振荡混匀，在37 ℃反应5 min后测定593 nm波长处吸光度，重复3 次取平均值，以蒸馏水作为空白对照，VC作为阳性对照。得到标准曲线为y=2.643 2x－0.392 5（R2=0.993 7），y为样品对应的吸光度；x为FeSO4标准品浓度/（mmol/L）。

1.3.8.2 羟自由基清除能力测定

将5 0 μ L 样 品 溶 液，依 次 加 入5 0 μ L F e S O4（6 mmol/L）、100 μL H2O2（6 mmol/L）充分摇匀后室温放置10 min；加入50 μL水杨酸（6 mmol/L乙醇溶解），溶解后摇匀室温放置30 min，在波长510 nm处测定吸光度，重复3 次取平均值，以蒸馏水作为空白对照，VC作为阳性对照。羟自由基清除率按式（4）计算：

式中：A0为空白组于波长510 nm处吸光度；Ai为样品于波长510 nm处吸光度。

1.3.8.3 ABTS阳离子自由基清除能力测定

参照Urszula等[29]的方法略有修改。配制反应液：1）空白对照组：200 μL ABTS工作液＋10 μL蒸馏水；2）标准曲线组：200 μL ABTS工作液＋10 μL各浓度Trolox标准溶液；3）测定组：200 μL ABTS工作液＋10 μL样品。振荡混匀，在37 ℃反应5 min后测定734 nm处吸光度，重复3 次取平均值，VC作为阳性对照。得到标准曲线为y=－0.760 6x＋1.039 8（R2=0.986 8），y为样品对应的吸光度，x为Trolox标准品浓度/（mmol/L）。

1.4 数据统计分析

所有实验重复3 次，采用Origin 8.0软件对实验数据进行整理绘图，用SPSS 19.0软件分析显著性，P＜0.05，差异显著。

2 结果与分析

2.1 单因素试验结果

2.1.1 pH值对结合率的影响

图 1 pH值对结合率的影响Fig. 1 Effect of environmental pH on binding rate

如图1所示，pH值对果胶与花色苷的结合具有显著影响，这与Lin Zhuangsheng等[26]的结论一致，花色苷阳离子和游离果胶羧基之间的离子相互作用可能是结合的主要机制。

随着pH值的升高，黑果腺肋花楸花色苷与果胶的结合率呈现先升高后降低的趋势。当结合pH值为3时结合率最高为80.52%（P＜0.05）。这种现象的产生可能是由于酸性环境中，部分果胶发生去质子化，形成ü COO－，而花色苷分子大多以花色苷阳离子形式存在，果胶游离的羧基与带正电的花色苷阳离子发生离子交联，而溶液中的H＋与花色苷阳离子存在竞争关系，使得结合率在pH 3.0时到达结合峰值。

2.1.2 花色苷与果胶添加比例对结合率的影响

图 2 花色苷与果胶添加比例对结合率的影响Fig. 2 Effect of ratio of anthocyanins to pectin on binding rate

实验过程中始终保持花色苷质量浓度（4 mg/mL） 不变，增加果胶添加量，结果如图2所示，果胶出现从饱和状态至非饱和状态的转变，花色苷与果胶添加比例为1∶2.5时结合率达到87.96%（P＜0.05）的峰值水平。由于花色苷与果胶添加比例为1∶2与1∶2.5时结合率差异变化不大，为降低成本，节约果胶用量，选择花色苷与果胶添加比例为1∶2进行实验。

2.1.3 金属离子浓度对结合率的影响

图 3 金属离子浓度对结合率的影响Fig. 3 Effect of metal ions on bonding rate

如图3所示，随着金属离子浓度的增加，Ca2＋、Mg2＋结合率曲线均呈现逐步降低的趋势，但Mg2＋结合率曲线降低趋势较小（P＞0.05）。Ca2＋与结合率呈负相关。 Ca2＋、Mg2＋同时存在于酸性条件下，金属离子与羧基之间存在一定的相互作用[30]，果胶离解的游离羧基与阳离子的交联顺序为Ca2＋＞H＋＞Mg2＋，所以Ca2＋的存在阻碍了花色苷与果胶的结合。所以在黑果腺肋花楸的食品工业生产中，以果胶作为增稠剂稳定剂的情况下，要严格控制生产用水的硬度，尤其是Ca2＋的含量。

2.1.4 糖类添加量对结合率的影响

图 4 糖类添加量对结合率的影响Fig. 4 Effect of carbohydrates on bonding rate

糖类会对高甲氧基果胶体系的凝胶强度产生影响，所以分别选取果糖、葡萄糖、蔗糖研究糖类对于结合率的影响。如图4所示，随着糖添加量的增加，结合率无显著差异（P＞0.05）。表明糖类添加对于花色苷与果胶的结合率无显著影响。

2.2 正交试验结果

表 3 正交试验设计与结果Table 3 Orthogonal array design with experimental results

表 4 方差分析Table 4 Analysis of variance of the effect of various factors on binding rate

由表3可知，极差值RA为11.64，RB为4.33，说明pH值（A）对于结合率的影响要高于花色苷与果胶添加比例，最佳的结合条件组合为A2B2，即在pH 3、花色苷与果胶添加比例为1∶2.0时进行结合率最高（78.77%）。由表4方差分析可知，FA=128.020 1＞F0.05（2,2），FB=20.663 0＞F0.1（2,2），说明两因素均对结合率存在影响，并且pH值对于结合率的影响更显著。经验证最优条件为pH 3、花色苷与果胶添加比例为1∶2.0。

2.3 HPLC分析黑果腺肋花楸花色苷与果胶的结合情况

图 5 黑果腺肋花楸花色苷色谱图Fig. 5 HPLC profile of anthocyanins from A. melanocarpa extracts

如图5所示，共出现4 个主体峰[6,31]，依次为矢车菊-3-半乳糖苷（55.3%）、矢车菊-3-葡萄糖苷（6.1%）、矢车菊-3-阿拉伯糖苷（31.4%）、矢车菊-3-木糖苷（7.0%），这4 种花色苷占整体花色苷的99%以上。

图 6 黑果腺肋花楸花色苷与果胶相互作用HPLC分析Fig. 6 HPLC analysis of the interaction of anthocyanins with pectin

在正交试验所得的最佳结合条件（pH 3、花色苷质量浓度4 mg/mL、果胶质量浓度8 mg/mL）下制备结合物进行结合情况的HPLC分析检测，根据峰面积的减少量计算结合率，以此衡量结合能力。由图6可知，由于花色苷结构上的差异，造成了各类花色苷与果胶结合效果的不同。由于1号峰（矢车菊-3-半乳糖苷）在黑果腺肋花楸花色苷中占有较大比重，总花色苷结合率与1号峰结合率差异不显著（P＞0.05）。前3 个峰（矢车菊-3-半乳糖苷、矢车菊-3-葡萄糖苷、矢车菊-3-阿拉伯糖苷）的结合率分别为58.05%、57.66%和58.41%，差异不 显著（P＞0.05），全部高于4号峰（矢车菊-3-木糖苷）的结合率（51.34%）。

在花色苷与果胶的相互作用中，羟基的存在可以增强两者结合作用，而甲氧基的存在则会对结合产生负面影响[26]。黑果腺肋花楸花色苷的糖基中，半乳糖与葡萄糖同为六碳糖，所有相较于只有5 个碳的阿拉伯糖苷和木糖苷具有更好的结合效果。而阿拉伯糖与木糖苷两者只存在构型上的差异，阿拉伯糖属于L（＋）构型，木糖苷属于D（＋）构型。因此，可以推测花色苷与果胶的结合效果不仅与花色苷分子上羟基和甲氧基的数量有关，还可能受到花色苷分子糖基构型的影响。

2.4 黑果腺肋花楸花色苷与果胶结合产物的稳定性

2.4.1 热处理对黑果腺肋花楸花色苷与果胶结合产物稳定性的影响

图 7 温度对花色苷与果胶结合物稳定性的影响Fig. 7 Effect of temperature on the stability of anthocyanin and pectin conjugate

将花色苷与果胶在pH 3、果胶质量浓度8 mg/mL的条件下制备结合物，进行热稳定性实验。随着处理温度升高、处理时间延长，各样品溶液颜色均发生了明显变化。在70 ℃条件下，随着温度的升高，实验组和对照组溶液颜色逐渐由深紫红色向浅紫色转变。在90 ℃条件下，颜色转变迅速加快，从深紫红色褪至橘黄色，这是由于花色苷在热环境下发生水解或去糖基开环反应，降解为酚酸和醛类[32]。降解速度随温度的升高而加快[33]。

由图7可知，随着温度和处理时间的延长，各样品溶液中的花色苷保留率都呈下降趋势，并且90 ℃条件下花色苷降解速度明显高于70 ℃，实验组的花色苷保留率均高于对照组。说明果胶对花色苷分子在高温条件下的快速降解具有抑制作用。

2.4.2 体外模拟消化对黑果腺肋花楸花色苷与果胶结合产物稳定性的影响

图 8 体外模拟胃肠消化对花色苷与果胶结合物稳定性的影响Fig. 8 Effect of in vitro simulated gastrointestinal digestion on the stability of anthocyanin and pectin conjugate

将花色苷与果胶在pH 3、果胶质量浓度8 mg/mL的条件下制备结合物，进行体外模拟消化实验。在pH值为2的条件下，花色苷分子以红色黄烊盐阳离子形式稳定存在，随着pH值的升高，花色苷分子会从红色黄烊盐离子形式转化为无色的甲醇假碱式，接着经过查尔酮式后分解成褐色物质[34]。所以花色苷在经过胃肠道消化的过程中，胃消化阶段几乎不会对花色苷造成影响。经过胃消化过后，环境pH值骤升至7.5，花色苷含量也骤减，并在2 h的肠消化阶段内，从深紫红色、浅紫色褪至黄褐色。

由图8可以看出，添加了果胶的黑果腺肋花楸花色苷溶液（实验组）的保留率高于不添加果胶的果腺肋花楸花色苷溶液（对照组），与热稳定性实验规律一致，但其对花色苷的影响程度没有温度对花色苷的影响程度大。可能是由于pH值对花色苷稳定性的影响较大。

2.5 黑果腺肋花楸花色苷与果胶结合产物的抗氧化活性

2.5.1 羟自由基清除能力比较分析

图 9 花色苷与花色苷果胶结合物羟自由基清除能力比较Fig. 9 Comparison of hydroxyl radial scavenging ability of anthocyanins with that of anthocyanins and pectin conjugate

分别测定相同质量浓度（4 mg/mL）下花色苷溶液、花色苷果胶结合溶液的羟自由基清除能力，结果如图9所示。以VC作为阳性对照，得出VC羟自由基清除标准曲线为y=0.263 5x＋0.061 8，R2=0.949 9，x为VC标准品质量浓度/（mg/mL），y为羟自由基清除率。由图9可知，花色苷溶液与结合物的羟自由基清除率分别为55.24%和45.1%，相当于1.86 mg和1.48 mg VC当量，且两者差异显著（P＜0.05）。说明果胶与花色苷的结合使花色苷的羟自由基清除能力减弱，但结合物仍然具备1.48 mg VC当量的羟自由基清除能力。

2.5.2 ABTS阳离子自由基清除能力比较分析

图 10 花色苷与花色苷果胶结合物ABTS阳离子自由基清除能力比较Fig. 10 Comparison of ABTS radical cation scavenging ability of anthocyanins with that of anthocyanins and pectin conjugate

分别测定相同质量浓度（4 mg/mL）下花色苷溶液、花色苷果胶结合溶液ABTS阳离子自由基清除能力，结果见图10。以VC作为阳性对照，得出VC清除ABTS阳离子自由基标准曲线为y=15.85x－0.276 6，R2=0.99，x为VC质量浓度/（mg/mL），y为Trolox标准品 浓度/（mmol/L）。由图10可知，花色苷溶液与结合物的ABTS阳离子自由基清除效果相当于2.50 mmol/L和1.33 mmol/L的Trolox当量，相当于0.17 mg和0.1 mg的VC当量，且两者差距显著（P＜0.05）。说明花色苷与果胶结合后对ABTS阳离子自由基清除能力产生了一定的负面影响，但结合物仍然具有0.1 mg VC当量的ABTS阳离子自由基清除能力。

2.5.3 FRAP比较分析

图 11 花色苷与花色苷果胶结合物对FRAP比较Fig. 11 Comparison of Fe3+ reducing ability of anthocyanins with anthocyanins and pectin conjugate

分别测定相同质量浓度（4 mg/mL）下花色苷溶液、花色苷果胶结合溶液的FRAP，结果见图11。以VC作为阳性对照，得出VC的FRAP标准曲线为y=7.421x－0.130 1，R2=0.989，x为VC质量浓度/（mg/mL），y为Fe2＋标准品浓度/（mmol/L）。由图11可知，花色苷溶液与结合物分别能还原1.50 mol/L和0.28 mol/L Fe2＋， 相当于0.22 mg和0.06 mg VC当量，且两者差异显 著（P＜0.05）。说明果胶与花色苷的结合对花色苷的FRAP产生了负面影响，但结合物仍然具有0.06 mg VC当量的Fe3＋还原能力。

3 结 论

本研究通过单因素试验比较pH值、花色苷与果胶添加比例、金属离子浓度和糖添加量对结合率的影响，结果表明，pH值和花色苷与果胶添加比例对黑果腺肋花楸花色苷与果胶的结合效果影响显著；在pH值为3，花色苷与果胶添加比例为1∶2的条件下，结合率可达78.77%；Mg2＋和糖类物质对结合效果影响不显著，Ca2＋的添加则会抑制结合作用。

结果表明，不同类型的花色苷与果胶具有不同的结合效果，结合效果不仅与花色苷分子上羟基和甲氧基的数量有关，还可能受到花色苷分子糖基构型的影响。果胶可以提高花色苷在体内以特殊结构存在的时间，防止花色苷分子在高温处理和碱性条件下的快速降解。同等质量浓度下的花色苷溶液与果胶结合后的花色苷抗氧化能力有一定程度上的减弱，但仍具备较强的抗氧化能力。

研究结果为黑果腺肋花楸花色苷与果胶作用机理研究提供理论基础，对于黑果腺肋花楸相关产品的开发具有指导意义。