内置LED光源平板型光生物反应器用于微藻培养
——普通小球藻在反应器中的固碳产油性能探究

王曰杰，孟范平*，李永富，崔鸿武（.中国海洋大学海洋环境与生态教育部重点实验室，山东 青岛 6600；.中国科学院海洋研究所，山东 青岛 6607）

内置LED光源平板型光生物反应器用于微藻培养
——普通小球藻在反应器中的固碳产油性能探究

王曰杰1，孟范平1*，李永富2，崔鸿武1（1.中国海洋大学海洋环境与生态教育部重点实验室，山东 青岛 266100；2.中国科学院海洋研究所，山东 青岛 266071）

为降低光生物反应器（PBR）的光照能耗和提高微藻对光能的利用效率，自制了内置LED光源的平板型光生物反应器，用于绿藻普通小球藻（Chlorella vulgaris）的培养和CO2生物固定.评价了这种新型反应器的进气CO2浓度对生物质产率（BP）、CO2固定速率（FCO2）和油脂产率（LP）的影响.经过10d连续培养后，与通入空气的对照组相比，浓度1%～10%的CO2均明显促进微藻生长，BP ［0.258和0.263g/（L·d）］、最大FCO2［1.18、1.00gCO2/（L·d）］和指数生长期平均FCO2［0.57、0.62gCO2/（L·d）］的高值均出现在CO21%、2.5%处理组中.较高浓度（5%、10%）CO2在培养初期造成酸化现象，导致藻细胞密度和生物量较低.CO2浓度变化对微藻总脂含量（17.81%～23.13%）影响较小，以CO22.5%条件下得到微藻油脂产率最大［60.71mg/（L·d）］.本研究证明，所设计的平板型PBR能够高效培养用于CO2固定和生物柴油原料生产的微藻.

普通小球藻；光生物反应器；CO2；生物量；油脂产率

近几十年来，人类活动导致大气中CO2浓度不断增加［1］，由此带来的全球变暖问题大大促进了CO2减排技术的研发与应用.微藻具有光合速率高、繁殖速度快、环境适应能力强等特点，因此基于微藻的CO2生物固定成为最具潜力的减排技术，其中，小球藻属的微藻因生长速度快［2］、逆境耐受性强［3］、总脂含量高［4］等特性而成为生物固碳研究中常用的藻种.研究发现［5］，普通小球藻（Chlorella vulgaris）对高温（35℃）和酸性条件（pH 4）都具有较强耐受性，因此本研究将其作为研究对象.

微藻培养常用设备包括开放式藻塘和密闭式光生物反应器（PBRs）两类.后者的优点是培养条件可控，可无菌操作，易进行高密度培养，因而成为今后的发展方向.其中，平板型PBR （F-PBR）因占地面积小、气液传质效果好、氧气积累少、结构简单、易于放大、造价较低、容易清洗等优势［6］受到更多关注.然而，培养耗费高、光能利用率低等问题仍是大规模微藻培养和CO2固定的制约因素.采用人工光源的PBRs运行期间的能量消耗包括藻液照光以及藻液混合、CO2供应两方面，且前者明显高于后者.在入射光能和藻种一定的情况下，增加单位体积的照光面积和缩短光程能够明显提高光能向生物质转换的效率［7］.目前F-PBR等密闭式光生物反应器的设计中一般使用荧光灯管作为光源［8］，虽然也有学者将荧光灯设置在PBR两侧，但是只能增大照光面积而无法缩短光程，致使光能损失较大.发光二极管（LED）具有节能、可自动控制和多样化集成的特点［9］，其中，柔性彩色LED灯带防水性好、几乎可以任意角度弯曲，特别适于作为PBR的光源.本研究将LED灯带引入气升式内环流平板型光生物反应器中，并采用双侧光照模式，设计了内置LED光源—气升环流式F-PBR，进行普通小球藻培养，期间持续通入不同体积浓度的CO2，以评价普通小球藻在该PBR中的生长、生物质产率、固碳速率和油脂产率，为将这种PBR实际应用于生物固碳提供科学依据.

1 材料、仪器与方法

1.1 材料

普通小球藻（C. vulgaris）:购自中国科学院水生生物研究所.为绿藻门淡水藻种.细胞多为球形、椭圆形，营无性繁殖.

实验采用SE培养基，每升蒸馏水中含有以下成分:250mg NaNO3、75mg K2HPO4、75mg MgSO4·7H2O、25mg CaCl2·2H2O、175mg KH2PO4、25mg NaCl、5mg FeCl3·6H2O、2.86mg H3BO3、1.86mg MnCl2·4H2O、0.22mg ZnSO4·7H2O、0.39mg Na2MoO4·2H2O、0.08mg CuSO4·5H2O、0.05mg Co（NO3）2·6H2O、1mL EDTA·Fe （将0.901g FeCl3·6H2O溶于10mL的1moL/L稀盐酸中，再与10mL 0.1mol/L的EDTA-Na2溶液混合，加入蒸馏水稀释至1L ）、40mL土壤提取液（将200g避光晾干的未施肥花园土溶于1L去离子水中，水浴煮沸3h，冷却沉淀24h，重复煮沸3次.过滤取上清液，高压灭菌后4℃冷藏保存备用）.培养基在使用前于120℃下灭菌20min.

CO2气体:体积浓度分别为0.04%， 1%， 2.5%，5%， 10%，由青岛市瑞丰气体有限公司生产，装于40L高压钢瓶内.

1.2 仪器

3415F型光量子计（美国Spectrum公司）；T6型紫外可见分光光度计（北京普析通用仪器有限责任公司）；CXZ型智能光照培养箱（宁波江南仪器厂）；LDZX-50KBS型高压蒸汽灭菌锅（上海申安医疗器械厂）；SX716型溶解氧测量仪（极谱型DO电极，上海三信仪表厂）；PHB-4型 pH计（上海精密科学仪器厂）；XB-K-25型血球计数板（Nikon公司）；Freezone2.5L型真空冷冻干燥机（美国Labconco公司）；GM-0.33A型隔膜真空泵（天津津腾）；DHG-9030A型电热恒温鼓风干燥箱（上海一恒科学仪器有限公司）；JY92-II型超声波细胞粉碎机（宁波新芝生物科技股份有限公司）.

光生物反应器:自制，内置LED光源的气升环流式平板PBR.器壁材质为透明亚克力板材，降流区与升流区横截面积比为4.0；总体积3.8L，有效体积3.0L.详见图1.根据Rodolfi等［8］利用20L平板式PBR培养微绿球藻（Nannochloropsis sp. F&M-M24）的研究结论（在总光强保持不变时，双侧照光下的生物质产率高于单侧高光照），本研究将两条LED灯带并排均匀地缠绕在导流管上，提供持续的双侧光照，平均光强为120 μmol/（m2·s）.反应器的平板式结构保证了良好的气液传质水平［10］，有利于提高CO2利用率.来自钢瓶的CO2气体由位于底部的气体分散器进入PBR中，这种气升式曝气系统能提供均质反应环境，即:以气体为动力，通过导流管的引导，形成气液相的有序循环，增强气液混合效果，有利于微藻分布均匀，并防止反应器中氧气过量积累.反应器置于带温控器的自制反应区内，以维持温度恒定.

图1 自制平板式光生物反应器Fig.1 Diagrammatic sketch of the flat-plate photobioreactor proposed in this study

1.3 方法

1.3.1 反应器中微藻培养 将微藻接种到装有足量培养基的三角瓶中，在温度25℃、光强100μmol/（m2·s）、光照时间24h/d的条件下培养，每天摇瓶3次，培养至指数生长期.然后，将处于指数生长期的微藻接种于上述PBR中，接种密度为2×106cells/mL.根据在碘量瓶中进行的预实验（暗处测定呼吸耗氧速率，持续光照下测定净光合放氧速率），当采用来自LED的3种光质（红光LR、蓝光LW和白光LW）照射处于指数生长期的藻细胞时，得到光强20～120μmol/（m2·s）对应的总光合放氧速率P（净光合放氧速率与呼吸耗氧速率之和），由光合放氧曲线（P-I曲线）计算的最大光合作用速率以LW最高.因此，本研究以白色LED灯带作为光源，温度为25℃.期间，不同浓度（1%、2.5%、5%、10%，V/V）的CO2气体经0.45μm滤膜过滤后，以0.1vvm［单位时间（min）内每升藻液中通入的气体体积（L）］的流量通入PBR中.运行过程中，定时取样测定藻细胞密度、藻生物量、藻液pH值；培养结束时测定微藻的总脂含量.以通入空气（CO20.04%，V/V）的PBR中生长的微藻为对照.

1.3.2 藻细胞密度和pH值测定 藻培养液经适当稀释后，用血球计数板在显微镜下计数，并根据稀释倍数计算得到藻细胞密度，单位为cells/mL.藻液pH值采用 pH计测定.

1.3.3 藻生物量测定和生物质产率、固碳速率计算 藻生物量（D）采用细胞干重法［11］测定:将10mL藻液在1000g、4℃下离心10min，用蒸馏水冲洗藻泥2次，冷冻干燥，储存在干燥箱中.根据重量法测定结果计算藻生物量，单位为g （干重）/L.生物质产率（BP）和微藻固碳速率（FCO2）分别按式（1）、式（2）计算:

式中:D1、D2分别为培养开始和结束时的藻生物量，g/L；t为培养时间，d； η为微藻生物质的含碳量，%，经测定，普通小球藻的碳含量为47.16%；MCO2为CO2分子量，44；MC为C的原子量，12.

1.3.4 微藻油脂含量测定和油脂产率计算 微藻总脂含量（ω）采用氯仿-甲醇法［12］测定:在具塞离心管中加入冷冻干燥后的藻粉0.1g及蒸馏水、氯仿、甲醇（体积比2:2.5:5）混合液7.6mL，漩涡混合1min后，冰浴中超声破碎2min（功率700W，间隔5s、工作5s），再加入1mL氯仿和1mL蒸馏水，漩涡混合1min，静置10min，5000r/min离心10min，将有机相转移到已称重的烧杯中.再向原试管中加入2mL氯仿，按前述方法提取2次，有机相均合并到烧杯中，用高纯N2吹至恒重.按式（3）计算总脂含量:

式中:ω为总脂的百分含量，%； W0为藻粉干重，g；W1为粗脂重，g.

油脂产率（LP）按式（4）计算:

式中:LP为油脂产率，g（L·d）；D1、D2为培养开始和结束时的藻生物量，g/L；ω为微藻的总脂含量，%.

2 结果与讨论

2.1 CO2浓度对普通小球藻生长的影响

不同浓度CO2通入PBR后的微藻生长曲线见图2（A）.各处理组的微藻生长延滞期相差不大，但是，指数生长期却因CO2浓度的不同而有很大差异:通入空气后，普通小球藻的指数生长期只有3d（2～5d），随后进入平台期，最大藻细胞密度为25.46×106cells/mL；高浓度CO2的通入均造成普通小球藻的指数生长期延长，CO2浓度1%、2.5%、5%、10%的处理组对应的指数生长期分别达到6、5、8、5d；相应的藻细胞密度最高值（90.73×106、78.58×106、65.39×106、47.15× 106cells/mL）分别出现在培养9、7、10、10d后，为对照组的3.56倍、3.09倍、2.57倍、1.85倍.可见，4种高浓度CO2处理均能明显促进普通小球藻生长（最适宜的CO2浓度在1%～2.5%），虽然10% CO2处理组的微藻在培养初期（3～6d）受到一定抑制而生长缓慢，但是培养后期的藻细胞密度明显高于对照组.Miyachi等［13］研究提出，能够耐受浓度2%～5%、5%～20%、20%～100% CO2的微藻分别属于耐性高、非常高和极高的藻种.从这一点看，本研究所用的普通小球藻属于CO2耐受性非常高的藻种.Yun等［14］发现，藻液在通入含15% CO2的空气后，普通小球藻（C. vulgaris）生长受到一定抑制，而在5% CO2中生长最快.根据De Morais等［15］的研究，凯氏小球藻（C. kessleri）对浓度18%的CO2表现出良好耐受性.还有研究［16］指出，普通小球藻（C. vulgaris NIES-2173）藻株能够在15-50%的CO2下生长.不同藻株对高浓度CO2的耐受性存在差异，可能与研究所用藻株、培养基种类不同有关.

由图2（B）可见，无论对照组还是高CO2处理组，藻液的pH值随培养时间延长总体呈上升趋势，并在8d后达到最高，分别为9.11（对照组）、8.93（1% CO2）、8.92 （2.5% CO2）、7.83 （5% CO2）、8.02（10% CO2）.这种变化同样见于Vidyashankar等［17］利用聚乙烯制备的PBR培养二形栅藻（Scenedesmus dimorphus）的研究中:在通入高浓度（5%～15%） CO2培养期间，藻液pH值在10.5～9.78之间，而且CO2浓度越低，藻液pH值越接近于对照组（pH 10.47）水平.出现这种碱化现象的原因是，水体中溶解性无机碳存在形式为，而微藻培养基的初始pH值多在6.0～8.0，其中的无机碳存在形态以为主，因此微藻光合过程中主要利用.各种形式的无机碳之间存在以下动态平衡关系，当体系中的因微藻利用而减少时，反应平衡将自两边向中间移动，引起溶液pH值上升，如果此时有足够的外部CO2予以补充，pH升高幅度会得到减缓.图2（B）显示，与通入空气的对照组相比，4种高CO2处理对于碱化作用具有一定减缓效果，其中5%、10% CO2处理组较为明显.但是，两者也引起了培养初期的酸化（pH值小于5.5）. pH值可显著影响微藻的生长和光合作用［18］，文献［16］报道，普通小球藻生长的最适pH值为7.0，过低或过高的pH值均不利于微藻正常生长.因此，虽然CO2可作为微藻生长的碳源，但是，只有处于适宜浓度范围的CO2才能有效促进微藻生长.对照组pH值自第5d开始高于8.0，第8d则高于9.0.根据赵亚丽等［19］的研究，pH 9.0是形成磷酸钙沉淀的适宜反应条件.其他研究［20］也指出，高pH值环境以及通入空气的藻液能够促进磷酸钙形成.本研究所用SE培养基中含有Ca2+、，当对照组出现较高碱性时，这些营养成分将转化为沉淀物而无法被微藻利用，这可能是微藻在第5d即停止生长的主要原因.另一方面，5%、10% CO2处理组在培养初期的pH值较低，相应的，其生长速率小于CO21%、2.5%处理组，主要是因为光合作用的关键酶（核酮糖-1，5-二磷酸羧化/加氧酶Rubisco和藻细胞外碳酸酐酶CA）活性受到pH影响.Rubisco具有催化羧化和催化氧化两种功能，在补充CO2且经CCM （即CO2浓缩机制，需要CA的参与）转运后，Rubisco活性位点处的CO2浓度得以提高［13］，其羧化活性增强而氧化活性受到抑制，有利于光合作用进行；但当CO2浓度过高时，会引起培养基酸化和叶绿体基质酸化，抑制关键酶的活性，即产生所谓的“麻醉”作用，降低藻类光合作用水平［21］.

图2 普通小球藻在不同浓度CO2下的生长曲线（A）和pH值变化曲线（B）Fig.2 Growth curve （A） of C. vulgaris under different concentration of CO2and variation of pH （B） in cultures

2.2 CO2浓度对普通小球藻生物质合成和固碳性能的影响

在通气流量0.1vvm条件下，对照组和高CO2处理组的普通小球藻生物量随培养时间的变化见图3:指数生长期结束时，以1% CO2、2.5% CO2处理组的生物量最大（2.42、2.20g/L），分别比对照组（0.73g/L）增加232%和201%.培养期间的BP最大值［0.258、0.263g/（L·d）］也出现在这两个处理组中（表1）.由于培养初期存在酸化现象，10% CO2处理组的BP值处于较低水平［0.115g/（L·d）］，仅略高于对照组［0.105g/（L·d）］.本研究在1%、2.5%CO2下获得的生物量和BP值与Ryu等［22］在鼓泡柱中采用批次方式培养小球藻（Chlorella sp.）的研究结果相当:在5%CO2和0.1vvm条件下生长最快，最大生物量和BP值分别为2.02g/L和0.335g/（L·d）.相反，有些研究者采用其他类型反应器或装置进行小球藻属微藻培养所得到的生物量相对较低.Fan等［23］采用容积2L的膜-鼓泡式螺旋管状PBR（MSTR）培养普通小球藻以去除CO2，在温度25℃、光强3600lx和CO2浓度0.093%的条件下，当进气流量为3.60L/min （相当于1.8vvm）时，最大藻生物量为0.90g/L，仅为本研究在2.5% CO2下生物量的37%.Tang等［24］利用1L锥形瓶培养蛋白核小球藻（C. pyrenoidosa SJTU-2）藻株，在5%～30% CO2下生长良好，最大生物量（1.55g/L）和生物质产率［0.144g/（L·d）］出现在10%CO2下，分别约为本研究在2.5% CO2下相应测定值的70%和55%.Lam等［28］在有效容积5L的鼓泡式柱状PBR中培养普通小球藻，光强为60～70μmol/（m2·s），连续通入CO2浓度5%的混合气体，培养10d后的藻生物量和BP值分别仅为0.77g/L和0.073g/（L·d）.针对鼓泡柱状PBR中普通小球藻的生物量和固碳速率较低问题，Lam等［25］将5个同样的PBR进行串联，在同样培养条件下所得到的藻生物量比单级PBR增加5倍，总CO2去除率也由1.5%明显提高到7.5%，表明CO2在第一级PBR的培养基中溶解量非常低，未被溶解的那些CO2可被随后的PBR中微藻继续利用，使总生物量产出增加，这意味着通过进一步增加PBR的串联数量，CO2去除率可达到100%，同时获得大量藻生物质用于生物柴油生产.这为今后改进本研究所用的PBR以提高其生物量和固碳效果提供了借鉴.

根据式（1）计算不同浓度CO2下的微藻最大固碳速率以及指数生长期平均固碳速率，见表1.两者的高值［1.18、1.00gCO2/（L·d）； 0.57、0.62gCO2/（L·d）］也出现在CO21%、2.5%处理组中.De Morais［26］认为，密闭式PBR对CO2的去除效率取决于微藻种类、反应器类型和进气中CO2浓度.

图3 通入空气和不同浓度CO2后普通小球藻生物量随培养时间的变化Fig.3 Variations of biomass with growth time in the cultures of C. vulgaris under conditions with air and various concentrations of CO2

由表2可见，虽然文献采用了普通小球藻或其同属的微藻进行研究，但是，由于PBR类型不同，所得到的最大固碳速率存在差异，这是因为，不同类型PBR中的气液传质效率、光捕获效率和混合效率有所差异［27］.与文献报道结果相比，本研究设计的内置LED光源的平板式PBR中普通小球藻具有较好固碳性能，与Kumar等［28］采用气升鼓泡式柱状PBR培养小球藻的结果相当.Fan等［23］报道，利用有效容积800mL的膜-鼓泡式螺旋管状PBR培养普通小球藻，固碳速率为0.148gCO2/（L·h） ［即3.55gCO2/（L·d）］，但是这种高固碳效果是在进气CO2浓度为0.093%的条件下获得的，该浓度比工业烟气中的CO2浓度（10%～20%）低两个数量级，因此其实际应用效果难以判断.另一个高固碳数据［2.22gCO2/（L·d）］来自Anjos等［29］在6.5% CO2、0.5vvm下对普通小球藻P12藻株培养7d的研究结果，应当指出的是，高通气流量需要消耗较多能量，同时，由于CO2在水中的溶解度较小（25℃、1.03×105Pa下约为1.45g/L）［30］，较大的通气流速将会减少气泡在PBR中的滞留时间，导致大多数CO2在未溶于水和被微藻利用之前就释放到PBR之外［31］.

表1 普通小球藻的生物质产率和固碳速率Table 1 Biomass productivity （BP） and rate of carbon fixation （FCO2） of C. vulgaris under different concentrations of CO2

表2 在通入CO2的PBR中小球藻的固碳速率比较Table 2 Comparison of rates of carbon fixation by Chlorella sp. cultured in PBRs aerated with different concentrationsof CO2

2.3 CO2浓度对普通小球藻总脂含量及油脂产率的影响

微藻产品的油脂产率决定着其适于制备藻基生物柴油的可行性.油脂产率的高低由微藻的生物质产率和总脂含量两方面决定.本研究所设计的PBR中，普通小球藻在不同浓度CO2下培养10d后的ω值及LP统计于表3. ω值随CO2浓度增加呈先升后降趋势，以2.5% CO2、5% CO2处理组的微藻ω值最大（23.13%、22.79%），两者之间无显著差异，但显著高于对照组和其他CO2处理组. CO2浓度增加引起的微藻总脂含量变化幅度不大（＜6%）.这与文献报道相似:鼓泡式柱状PBR中普通小球藻的ω值未随着CO2浓度上升而出现显著变化，保持在18.1～18.7%［25］；蛋白核小球藻（C. pyrenoidosa STJU-2）藻株的ω值由0.03% CO2下的20.9%逐渐增加到10% CO2下的24.25%、20% CO2下的25.48%和50% CO2下的26.75%［24］；拟眼点微绿球藻（Nannichloropsis oculata）半连续培养过程中，通入浓度2%、5%、10%、15%CO2时，ω值分别为29.7%、26.2%、24.6%、22.7%［32］.这是因为，除了以脂肪形式保存所固定的碳外，微藻还能将吸收的碳储存于蛋白质、糖类和色素中，在高CO2浓度下，微藻固定的CO2中有更大比例转化为脂肪以外的有机物质［33］.由此看来，在PBR中，CO2浓度对微藻总脂含量的调控作用小于其对光合及生物量的调控幅度，因此，期望通过增加CO2浓度以大幅度提高微藻油脂含量的可能性不大.在这种情况下，油脂产率高低主要取决于生物质产率，表3中的LP计算值、表1中的平均BP值随CO2浓度变化的高低顺序可证明这一点.在研究所设置的CO2浓度范围内，最大LP值［60.71mg/（L·d）］出现在CO2浓度2.5%处理组中，主要是由该浓度CO2下的生物质产率最高所致.该数值为大多数文献报道的普通小球藻油脂产率［8～14.8mg/ （L·d）］的4.1～7.6倍，只是低于Huang等［16］采用30% CO2培养普通小球藻NIES-2173藻株的测定值.这是因为，本研究所用普通小球藻自身的总脂含量较低（表4）.今后的研究中，在利用内置LED光源的平板式PBR培养微藻的同时，采用NO3-浓度适宜的培养基（即氮限制的培养基）使微藻油脂含量提高10%以上［34］，则PBR中普通小球藻的油脂产率将会得到进一步增加.

3 结论

3.1 利用内置LED光源的平板式PBR培养普通小球藻，与通入空气的对照组相比，浓度1%～10%的CO2均明显促进微藻生长，最适CO2浓度为1%～2.5%.较高浓度（5%、10%）CO2引起培养初期的酸化现象，导致藻细胞密度和生物量较低.

表3 普通小球藻在不同浓度CO2中的总脂含量及油脂产率Table 3 Total content and production efficiency of lipid within cells of C. vulgaris under different concentrations of CO2

表4 不同浓度CO2培养条件下小球藻的油脂含量和油脂产率比较Table 4 Comparison of total content and production efficiency of lipid within cells of Chlorella sp. aerated with different concentrations of CO2

3.2 培养期间，微藻最大固碳速率及指数生长期平均固碳速率的高值［1.18、1.00gCO2/（L·d）；0.57、0.62gCO2/（L·d）］出现在CO21%、2.5%处理组中.

3.3 微藻总脂含量随CO2浓度增加呈先升后降趋势，在CO22.5%条件下得到总脂含量、油脂产率的最大值［23.13%、60.71mg/（L·d）］.

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Internally LED-illuminated flat plate photobioreactor for microalgae cultivation-carbon-fixation and production of lipid in Chlorella vulgaris cultured in photobioreactor.

WANG Yue-jie1， MENG Fan-ping1*， LI Yong-fu2， CUI Hong-wu1（1.Key Laboratory of Marine Environment and Ecology， Ministry of Education， Ocean University of China，Qingdao 266100， China；2.Institute of Oceanology， Chinese Academy of Sciences， Qingdao 266071， China）. China Environmental Science， 2015，55（5）：1526～1534

s：In order to improve the utilization efficiency of light by microalgae within a photobioreactor （PBR）， an internally LED-illuminated flat plate PBR with volume of 3L was constructed and used for Chlorophyta （Chlorella vulgaris） in this study. Effects of the concentration of inlet CO2on the biomass production （BP）， fixation efficiency of carbon （FCO2） and the production of lipid （LP） were evaluated. Biomass of microalgae in each treatment with concentration of CO2ranging from 1% to 10% was higher than that of control with air （0.04% CO2） aeration in the cultures after 10-days growth. High levels of BP ［0.258 and 0.263g/（L·d）］， FCO2［1.18 and 1.00gCO2/（L·d）］and average FCO2［0.57 and 0.62gCO2/（L·d）］during the exponential growth stage were obtained under the concentration of CO2at 1% and 2.5%， respectively. The cell density and biomass of microalgae were inhibited by the higher concentrations of CO2（5% and 10%） during the initial growth stage because of acidification in cultures. Significant effects of CO2concentrations on the production of lipid （17.81% ～ 23.13%） were not found here. The highest productivity of lipid ［60.71mg/（L·d）］was obtained under the concentration of CO2at 2.5%. The present results suggested that the PBR used here was useful to improve CO2biofixation and the production of lipid of microalgae.

Chlorella vulgaris；photobioreactor；carbon dioxide；biomass；production of lipid

X17

A

1000-6923 （2015）05-1526-09

王曰杰（1990-），男，山东高唐人，硕士研究生，主要从事环境污染生物净化技术研究.

2014-09-18

国家科技支撑计划课题（2011BAD14B04）资助

* 责任作者， 教授， fanpingm@tom.com