中国水仙ZDS反义基因表达载体的构建与转基因植株的获得

冯 莹，周 翔，潘腾飞，郭志雄，潘东明

(1 泉州师范学院 资源与环境科学学院，福建 泉州 362000；2 福建农林大学 园艺产品贮运保鲜研究所，福建 福州 350002)

中国水仙ZDS反义基因表达载体的构建与转基因植株的获得

冯 莹1,2，周 翔2，潘腾飞2，郭志雄2，潘东明2

(1 泉州师范学院 资源与环境科学学院，福建 泉州 362000；2 福建农林大学 园艺产品贮运保鲜研究所，福建 福州 350002)

【目的】 构建中国水仙ZDS反义基因表达载体，为进一步研究ZDS基因的功能、改良中国水仙花色、培育花色新品种提供参考。【方法】 以中国水仙花为材料，采用RT-PCR方法克隆其ZDS基因，通过PCR、双酶切、连接等方法将ZDS基因反向互补插入到pCAMBIA1301双GUS植物表达载体中，构建ZDS反义基因表达载体P1301-ZDS，再通过冻融法将重组质粒P1301-ZDS导入根癌农杆菌。采用根癌农杆菌介导法将ZDS反义基因转化中国水仙带盘鳞茎，通过直接、间接、延迟筛选法3种方法对侵染的带盘鳞茎进行抗性筛选，采用直接筛选法和逐步降低选择压(质量浓度)方法对抗性鳞茎进行增殖和分化培养，采用GUS组织化学和hyg基因的PCR检测方法对中国水仙转基因植株进行鉴定。【结果】 成功构建了中国水仙ZDS反义基因表达载体P1301-ZDS；延迟筛选法为根癌农杆菌侵染带盘鳞茎的有效筛选方法，转化效率达到28.54%；逐步降低选择压法为抗性小鳞茎增殖和分化培养的有效培养方法；将65株抗性小苗在1/2 MS+0.2 mg/L NAA+10 mg/L Hyg +100 mg/L Cef 生根培养基中培养，获得了12株再生植株，转化率达到18.46%；检测结果表明，10株抗性植株hyg基因和gus基因已经整合到中国水仙的基因组中并稳定表达；1株抗性植株稳定表达hyg基因但gus基因未稳定表达，1株抗性植株2个基因均未稳定表达。【结论】 构建中国水仙ZDS反义基因表达载体并侵染中国水仙带盘鳞茎，经抗性筛选后获得12株中国水仙转基因植株。

中国水仙；ZDS基因；载体构建；遗传转化

中国水仙(Narcissustazettavar.Chinensis)是冬季室内陈设花卉之一[1]，具有重要的观赏价值和经济价值[2]，是福建省出口创汇的重要花卉之一。‘金盏银台’和‘玉玲珑’是中国水仙2个栽培品种，花色单一。由于中国水仙为同源三倍体，用有性杂交的方式改良和选育花色新品种较为困难，这使得中国水仙的观赏价值和经济价值受到限制。花色是观赏植物最重要的品质指标之一，主要由类黄素、类胡萝卜素、甜菜色素等三大色素决定[3]。目前，多采用基因工程技术改良或培养中国水仙花色新品种，如戴艺民等[4]从矮牵牛、牵牛花中克隆出Hf2(编码蓝色基因F3′5′H)、dfr基因，采用农杆菌介导法将其导入中国水仙愈伤组织，获得3株阳性植株；邹清成等[5]从中国水仙花瓣中克隆得到PSY基因，构建PSY反义基因表达载体，利用农杆菌法转入中国水仙，获得抗性芽。可见，中国水仙花色新品种改良主要集中于类胡萝卜素途径相关基因的遗传转化研究，而该途径中其他花色调控基因的研究尚未见报道。

ζ-胡萝卜素脱氢酶(Zeta-carotenedesaturase，ZDS)是类胡萝卜生物合成途径中的关键酶之一，是催化ζ-胡萝卜素脱氢生成类胡萝卜素合成途径中第一个有色分子——链孢红素(淡黄色)，同时也是催化ζ-胡萝卜素向番茄红素转化过程中的酶[6]。ZDS对植物花和果实显色具有重要作用，是植物从无色到有色的关键调控酶之一[7-8]。目前，ZDS基因已从番茄[9]、向日葵[10]、龙胆草[11]、草莓[12]、甜橙[13]等植物中分离并克隆。钟娴等[14]以中国水仙花为材料，采用RACE方法获得中国水仙ZDS基因，qRT-PCR结果表明，中国水仙副冠中ZDS基因表达量高于花瓣，而且随着颜色加深，其表达量升高，最终认为ZDS基因对中国水仙花色具有一定的调控作用。本研究利用基因工程技术构建中国水仙花ZDS反义基因表达载体，通过根癌农杆菌介导法将ZDS反义基因转入中国水仙，获得转基因植株,以期为进一步研究ZDS基因的功能、改良中国水仙花色、培育花色新品种提供技术平台。

1 材料与方法

1.1 材 料

中国水仙花、转化受体材料中国水仙带盘鳞茎、根癌农杆菌菌株EHA105、含有gus报告基因和hyg抗性筛选基因的pCAMBIA1301双GUS植物表达载体，均由福建农林大学园艺产品贮运保鲜研究所提供。

多糖多酚植物总RNA快速提取试剂盒购于百泰克公司；TransScriptⅡ First-strand cDNA Synthesis Super Mix试剂盒购于北京全式金生物技术有限公司；质粒DNA提取试剂盒、大肠杆菌感受态细胞DH5α购于北京天根生化科技有限公司；限制性内切酶XbaⅠ和SacⅠ、dNTP、Prime STAR HS DNA polymerase、pMD18-T克隆载体购于宝生物工程有限公司；卡那霉素(Km)、利福平(Rif)、潮霉素(Hyg)、头孢霉素(Cef)、6-苄基腺嘌呤(6-BA)、萘乙酸(NAA)购于生工生物工程有限公司。

1.2 ZDS基因的克隆

以中国水仙花为材料，按照多糖多酚植物总RNA快速提取试剂盒说明书提取其总RNA。以总RNA为模板，按照TransScriptⅡ First-strand cDNA Synthesis Super Mix试剂盒说明书合成cDNA第一链。

根据Genkank中公布的中国水仙ZDS基因全长序列(GenBank登录号为：EU573238)和植物表达载体pCAMBIA1301酶切位点，设计2条引物，分别为P1：5′-GCGAGCTCATGGCTTCTTTCACTT-GTTTAATTCATTCT-3′；P2：5′-ACTCTAGATT-ATACGAGGCTCAGCTCATCGATATGTTAG-3′。以cDNA为模板，以P1、P2为引物进行PCR扩增,PCR扩增反应体系为：1.0 μL cDNA模板，10 mmol/L上、下游引物各0.5 μL，5.0 μL 5×prime STAR buffer，0.5 μL dNTP Mix(10.0 mmol/L)，0.25 μL Prime STAR HS DNA polymerase，补ddH2O至总体积为25 μL。PCR扩增反应程序为：95 ℃ 预变性5 min；95 ℃变性40 s，58 ℃ 40 s，72 ℃ 延伸2 min，35个循环；72 ℃ 10 min。PCR产物经1.0%琼脂糖凝胶电泳检测并回收。

1.3 pGM-ZDS的构建

将回收的目的条带连接到pMD18-T克隆载体后，转化到大肠杆菌感受态细胞DH5α中，通过蓝白斑筛选获得阳性克隆，挑取单菌落摇菌4～6 h后，对菌液进行PCR检测，将PCR检测正确的菌液送博尚生物技术有限公司(上海)测序，测序结果采用DNAMAN 6软件分析。选取与目的基因一致的单克隆菌液振荡培养过夜，按照质粒DNA提取试剂盒说明书提取重组质粒DNA，并命名为pGM-ZDS。

1.4 P1301-ZDS反义基因表达载体的构建及转化根癌农杆菌

用2种限制性内切酶XbaⅠ和SacⅠ分别对质粒pGM-ZDS和pCAMBIA1301进行双酶切，并回收目的片段。将含ZDS基因的目的片段反向互补插入到已双酶切的pCAMBIA1301质粒大片段中构建ZDS反义基因表达载体，并转入大肠杆菌感受细胞DH5α，37 ℃过夜培养，挑单菌落摇菌4～6 h后进行PCR检测(引物为P1、P2)，获得阳性克隆。取正确的单克隆菌液摇菌后提取质粒DNA(命名为P1301-ZDS)，进行XbaⅠ和SacⅠ双酶切验证。

采用液氮冻融法将重组质粒P1301-ZDS导入农杆菌感受态细胞中，通过筛选获得单克隆。取200 μL单克隆菌液放入EP中，100 ℃沸水浴15 min，以此菌液为模板进行PCR检测(引物为P1、P2)，获得重组质粒。

1.5 中国水仙ZDS反义基因对带盘鳞茎的转化

挑取EHA105根癌农杆菌单菌落接种于含100 mg/L 卡那霉素和150 mg/L利福平的YEB液体培养基中，28 ℃、120 r/min振荡活化培养过夜。将活化的菌液在5 000 r/min下离心10 min，用MN基本培养基[15]+2.0 mg/L 6-BA +0.6 mg/L NAA+60 g/L白糖的液体培养基重悬菌体，最后将中国水仙带盘鳞茎加入菌液中，28 ℃、120 r/min振荡数分钟。取出带盘鳞茎,置于无菌滤纸上吸干后接种于MN+2.0 mg/L 6-BA+0.6 mg/L NAA固体培养基上，25 ℃下暗培养7 d。

1.6 转ZDS反义基因中国水仙带盘鳞茎的筛选

带盘鳞茎经过根癌农杆菌侵染除菌后进行抗性筛选。试验分别采用直接、延迟和间歇筛选法进行筛选。试验每处理重复3次,每重复5瓶,每瓶接种20～25个带盘鳞茎,结果取3次重复的平均值。统计观察带盘鳞茎的生长状况、褐变程度及通过不同筛选方法获得的转化效率。培养基为MN+2.0 mg/L 6-BA+0.6 mg/L NAA。

直接筛选采用2种方法进行：(1)共培养除菌后，将带盘鳞茎直接置于附加20 mg/L潮霉素的培养基中连续筛选3个月；(2)共培养除菌后，将带盘鳞茎置于Hyg质量浓度逐步提高(5，10，15，20 mg/L)的培养基中进行筛选，每种质量浓度培养10 d。

延迟筛选法：带盘鳞茎除菌后培养于含100 mg/L Cef 的培养基中进行恢复生长， 7 d后置于附加20 mg/L Hyg的培养基中筛选，每隔10 d左右转至新培养基中继续筛选，共筛选9次。

间歇筛选法：带盘鳞茎除菌后转移到添加100 mg/L Cef和20 mg/L Hyg的培养基中培养10 d，再转移到无选择压培养基上恢复培养10 d，如此反复交替进行5次。

1.7 转ZDS反义基因中国水仙抗性小鳞茎的增殖与分化

将筛选培养3个月后获得的抗性小鳞茎进行增殖与分化培养。试验采用直接筛选法和逐渐降低Hyg选择压(质量浓度)法进行培养。直接筛选法是将抗性小鳞茎转至MN+2.0 mg/L 6-BA+0.6 mg/L NAA+20 mg/L Hyg培养基中进行培养，每10 d左右转至新培养基中继续培养，共筛选6次。逐渐降低Hyg选择压法是将抗性小鳞茎置于Hyg 质量浓度逐步降低(20，15，10 mg/L)的MN+2.0 mg/L 6-BA+0.6 mg/L NAA培养基中进行培养，每种质量浓度培养10 d；再将抗性小鳞茎转至MN+2.0 mg/L 6-BA+0.6 mg/L NAA+5 mg/L Hyg培养基中进行培养，每隔10 d左右转至新培养基中继续培养，共筛选3次。

1.8 中国水仙转ZDS反义基因植株的获得

选择苗龄30 d且长势一致的未转化小苗,分别接种于含有不同质量浓度(0(对照，CK)，5，10，15，20 mg/L)Hyg的1/2 MS+0.2 mg/L NAA+100 mg/L Cef壮苗生根培养基进行生根培养。30 d后，观察植株的生根情况和苗的长势。每瓶接种3株，每种处理10瓶为一个重复，每处理重复3次，结果取3次重复的平均值。

将存活的抗性小苗培养于1/2 MS+0.2 mg/L NAA+10 mg/L Hyg+100 mg/L Cef的壮苗生根筛选培养基中，每隔20 d转至新培养基中继续培养3次。观察植株的生根情况。

1.9 中国水仙转基因植株的鉴定

1.9.1 GUS组织化学法鉴定 将转ZDS反义基因的中国水仙再生植株(12株)的叶片剪下后置于X-Gluc工作液中进行组织化学检测，37 ℃ 暗处理16 h，以正常中国水仙叶片为对照；再用体积分数75%乙醇进行脱色，拍照并观察染色情况。

1.9.2hyg基因的PCR检测 利用微量DNA提取试剂盒提取转基因植株叶片DNA，贮存于-40 ℃备用。根据GenBank公布的pCAMBIA1301序列中hyg基因序列，采用Oligo 6.0软件设计PCR特异引物，序列分别为H1：5′-ATGAAAAAGCCTGAACTCACCGC-3′和H2：5′-CTATTTCTTTGCCCT CGGACGAGT-3′。引物由博尚生物技术有限公司(上海)合成。PCR扩增反应体系为： cDNA模板1.0 μL，10 mmol/L上、下游引物各0.5 μL，5×prime STAR buffer 5.0 μL，dNTP Mix(10.0 mmol/L) 0.5 μL，Prime STAR HS DNA polymerase 0.25 μL，补ddH2O至总体积为25 μL。反应程序为：94 ℃预变性5 min；94 ℃变性40 s，58 ℃退火40 s，72 ℃延伸2 min，35个循环；72 ℃延伸10 min。用1.0%琼脂糖凝胶电泳检测PCR扩增反应的结果，紫外灯下观察并照相，以未转化植株为对照。

2 结果与分析

2.1 ZDS基因的获得

以反转录cDNA为模板，以P1、P2为引物对ZDS基因进行PCR扩增，获得了约为1 800 bp的条带(图1)，与预期结果一致。

2.2 重组质粒pGM-ZDS的鉴定

重组质粒pGM-ZDS PCR检测结果显示，扩增到约为1 800 bp的条带(图2-A)。利用XbaⅠ和SacⅠ对重组质粒pGM-ZDS的DNA进行双酶切，结果获得了约1 731和2 600 bp的条带(图2-B)。

测序结果(图3)表明，获得的ZDS基因片段含有一个1 725 bp完整开放阅读框，编码574个氨基酸，与GenBank已登录的中国水仙ZDS基因序列相似度达到99%。

图1 中国水仙ZDS基因的PCR扩增M.5 000 bp DNA Marker；1.ZDS基因

图2 pGM-ZDS的 PCR(A)和双酶切检测(B)M1.5 000 bp DNA Marker;M2.15 000 bp DNA Marker;1.pGM-ZDS PCR产物;2.pGM-ZDS XbaⅠ和SacⅠ双酶切产物

图3 中国水仙ZDS基因的cDNA序列及推导的氨基酸序列
Fig.3 Nucleotide acid sequence and deduced amino acid sequence forZDSinNarcissustazettavar.Chinensis

2.3 重组质粒P1301-ZDS的PCR检测和双酶切鉴定

以重组质粒P1301-ZDS菌液作为模板，P1、P2为引物进行PCR反应。电泳检测结果表明，重组质粒扩增出1 741 bp的目的片段(图4)。

提取PCR扩增初步确定为阳性克隆的质粒DNA并进行XbaⅠ和SacⅠ双酶切，结果获得了约1 731 bp和14 kb的条带。

图4 重组质粒P1301-ZDS的PCR检测M1.2 000 bp DNA Marker;1.重组质粒P1301-ZDS PCR 产物

2.4 重组质粒P1301-ZDS转化农杆菌的检测

以单克隆菌液作为模板，用P1、P2为引物进行PCR反应，结果扩增出1条1 741 bp的特异性片段(图5)，表明P1301-ZDS 已成功转化入EHA105根癌农杆菌中。

图5 重组质粒P1301-ZDS转化农杆菌的PCR检测M．2 000 bp DNA Marker；1.重组质粒P1301-ZDS 转农杆菌的PCR产物

2.5 不同筛选方法对中国水仙抗性小鳞茎的筛选效果

带盘鳞茎除菌后采用4种方法筛选抗性小鳞茎，结果见表1。从表1可以看出，不同筛选方法下抗性小鳞茎的获得率和褐化率不同，在直接筛选方法(1)中，带盘鳞茎生活力随着筛选时间的延长而降低，褐化率增加，与其他处理呈显著差异，其褐化率和抗性小鳞茎获得率分别是延迟筛选法的33.25和0.19倍。从抗性小鳞茎获得率和褐化率角度而言，4种筛选方法的优劣顺序依次为延迟筛选法、间歇筛选法、直接筛选方法(2)、直接筛选方法(1)。

表1 不同筛选方法对中国水仙Hyg抗性小鳞茎筛选效果的影响Table 1 Effect of different selecting methods on selection of Hyg resistant bulbs in Narcissus tazetta var.Chinensis

注：*褐化率=褐化小鳞茎的总数/筛选的带盘鳞茎总数×100%；抗性小鳞茎获得率=经过3个月筛选后获得的抗性小鳞茎总数/筛选的带盘鳞茎总数×100%。同列数据后标不同小写字母表示差异显著(P<0.05)。

Note:Browning rate equals to the number of browned bulbs/ the number of selected bulbs×100% and the obtained rate of resistant bulbs equals to the number of resistant bulbs selected for 3 months/ the number of selected bulbs×100%.Different lowercase letters in each column mean significant difference (P<0.05).

2.6 中国水仙抗性小鳞茎的增殖与分化培养

在直接筛选法培养过程中，抗性小鳞茎的增殖比较缓慢，20 d左右才开始慢慢生长，35 d左右部分抗性小鳞茎的叶子黄化、枯萎，生命活力衰退。在逐渐降低Hyg选择压方法中，抗性小鳞茎在Hyg为10 mg/L逐渐恢复生长(图6)，待其质量浓度降至5 mg/L时，抗性小鳞茎开始繁殖小鳞茎，故在增殖与分化培养时，可通过逐步降低Hyg质量浓度的方式进行培养。

2.7 中国水仙转基因株系的生根培养

结果(表2)显示，当Hyg质量浓度超过5 mg/L，小鳞茎的生根率为0，且随其质量浓度的增加，叶子发生白化现象的时间越来越早。由此确定抗性小鳞茎生根培养基中Hyg的适宜选择压为10 mg/L。

图6 中国水仙Hyg抗性小鳞茎的增殖与分化培养(Hyg质量浓度为10 mg/L)Fig.6 Multiplication and differentiation of Hyg resistant bulbs in Narcissus tazetta var.Chinensis(Hyg concentration was 10 mg/L)

表2 潮霉素(Hyg)对中国水仙小鳞茎生根的影响Table 2 Effect of hygromycin on root growth of bulbs in Narcissus tazetta var.Chinensis

抗性小鳞茎经筛选培养获得了65株抗性小苗，将其培养于1/2 MS+0.2 mg/L NAA+10 mg/L Hyg+100 mg/L Cef 生根培养基中，共有12株小鳞茎生根(图7)，生根率达18.46%，且根的长势相对较好，小苗整体生长也较好。试验每隔20 d更换1次培养基，同时剔除白化苗。

2.8 中国水仙转基因株系的鉴定

2.8.1 GUS组织化学法检测 将中国水仙未转化植株和12株抗性植株的叶片进行组织化学染色，结果显示，未转化植株叶片未见蓝色(图8-A)；12株抗性植株中有10株叶片内部或切口处呈蓝色(图8-B)，2株叶片未出现蓝色(图8-C)。由此初步推测，叶片内部或切口处呈蓝色的10株抗性植株为转基因植株。

2.8.2hyg基因的PCR检测 对对照植株叶片以及12株抗性植株进行hyg基因的PCR检测，结果显示，未转化植株(对照)无条带，12株抗性植株中11株都有条带，1株无条带(图9)。

对12株抗性植株的GUS组织化学检测和PCR检测结果进行比较发现，10株抗性植株叶片GUS组织化学检测与PCR检测结果一致；2株抗性植株不能稳定表达GUS，但其中1株PCR检测结果有目的条带，1株无目的条带。这说明有11株抗性植株为转基因植株，hyg基因已经整合到中国水仙的基因组中并稳定表达。

图7 转ZDS反义基因中国水仙Hyg抗性小鳞茎的生根培养

3 讨 论

适宜的筛选方法既可提高遗传转化效率,也可降低筛选过程中褐化的发生。冯莹等[16]对石斛兰抗性原球茎筛选方法的研究表明，农杆菌侵染后的石斛兰原球茎除菌后，先置于附加100 mg/L Cef的增殖培养基中恢复生长20 d，再采用逐渐提高Km选择压浓度的延迟筛选法是有效的筛选途径，这与本研究的结果一致，也与Yang等[17]、Chai等[18]、黄双龙[19]的研究结果一致。本研究采用直接筛选法筛选抗性体时不仅褐化率高，而且拟转化效率较低；而延迟筛选方法的褐化率非常低。这可能是由于石斛兰和中国水仙都属于单子叶植物，在外源基因整合到植株基因组并进行功能表达的过程中，植株受到农杆菌和抗生素的毒害，导致其生活力降低，适宜时间的延迟筛选，可使植株恢复生活力，转化细胞能够抵抗抗生素的毒害作用。

图8 转ZDS反义基因中国水仙植株叶片的GUS组织化学检测A.对照;B.呈蓝色的转ZDS反义基因中国水仙植株;C.未呈蓝色的转ZDS反义基因中国水仙植株

图9 转ZDS反义基因中国水仙植株的hyg 基因的PCR检测

前人研究认为，抗性体在不同筛选培养阶段对选择压的要求不同[14,20]，这与本研究的结果一致。中国水仙抗性小鳞茎筛选Hyg质量浓度为20 mg/L，抗性小苗生根时采用10 mg/L Hyg筛选。经过抗性筛选和抗性生根筛选获得12株转ZDS反义基因植株，12株植株中有2株的GUS组织化学检测结果与hyg基因PCR检测结果不一致，其中1株植株的GUS组织化学检测结果未显示蓝色但PCR检测到hyg基因目的条带，1株植株的GUS组织化学检测结果未显示蓝色且PCR也未检测到hyg基因目的条带。这可能是由于gus基因在整合基因组中或在转录翻译过程中出现丢失，导致其不表达；2个基因均未检测到，可能是由于gus、hyg基因出现基因沉默现象。但具体是何种原因导致该现象，仍需要进一步研究。

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Construction of expression vector withZDSantisense gene and regeneration of transgenic plants ofNarcissustazettavar.Chinensis

FENG Ying1,2,ZHOU Xiang2,PAN Teng-fei2, GUO Zhi-xiong2,PAN Dong-ming2

(1SchoolofResourceandEnvironmentalScience,QuanzhouNormalUniversity,Quanzhou,Fujian362000,China；2InstituteofPostharvestScienceandTechnologyofHorticulturalProducts,FujianAgricultureandForestryUniversity,Fuzhou,Fujian350002,China)

【Objective】 This study constructed expression vector ofZDSantisense gene to provide reference for studying function ofZDSgene,improving and cultivating new color varieties ofNarcissustazettavar.Chinensis.【Method】ZDSgene was cloned from flower with RT-RCR method,andZDSgene was reversely inserted into plant expression vector pCAMBIA1301 with double GUS by PCR,double digestion and connection method to obtaining expression vector P1301-ZDS withZDSantisense gene.Then recombinant plasmid P1301-ZDS was transformed intoAgrobacteriumthrough freeze-thawing method.ZDSantisense gene was transformed into bulbs byAgrobacterium-mediated transformation method and resistant bulbs were selected by direct selection method,indirect selection method and intermittent selection method.The multiplication and differentiation of resistant bulbs were cultured with direct selection method and gradual reduction of hyg concentration method,and transgenic plants were identified by GUS histochemical assay and PCR assays.【Result】 Expression vector withZDSantisense gene was obtained.Resistant bulbs were obtained by retarded selection and transgenic rate was up to 28.54%.The multiplication and differentiation of resistant bulbs were cultured on medium with gradual reduction ofhygconcentration.A total of 65 plants rooted on 1/2 MS+0.2 mg/L NAA+10 mg/L Hyg+100 mg/L Cef,and 12 resistant plantlets were obtained with the transgenic rate of 18.46%.The assays of transgenic plants proved thatgusgene andhyggene were integrated into the genome of 10 transgenic plants and stably expressed,hyggene was expressed butgusgene was not expressed in one transgenic plant,and both genes were not expressed in the other plant.【Conclusion】 Expression vector withZDSantisense gene was constructed and infected into bulb,and 12 transgenic plantlets were obtained.

Narcissustazettavar.Chinensis;ZDSgene;expression vector construction;transformation

时间:2015-08-05 08:57

10.13207/j.cnki.jnwafu.2015.09.022

2015-03-09

国家“十一五”科技支撑计划项目(2007BAD07B00)；福建农林大学科技创新团队基金项目(cxtd12013)

冯 莹(1984-)，女，安徽金寨人，讲师，博士，主要从事园林植物与景观规划研究。E-mail:fengy0919@126.com

潘东明(1956-)，男，福建泉州人，教授，博士生导师，主要从事园艺产品采后科学研究。 E-mail:pdm666@126.com

S682.2

A

1671-9387(2015)09-0157-08

网络出版地址:http://www.cnki.net/kcms/detail/61.1390.S.20150805.0857.044.html